一般教学教的是手指固定住头部，手掌固定身体。 熟练的手法是，用食指拇指捏住小鼠耳后的一点皮，小指勾住尾巴，让头呈仰起的状态，也可以灌得很好，老鼠轻松，灌的人也轻松。 因为喂的是磺胺类的药物非常苦所以小鼠不断挣扎非常不稳把灌胃针插进去1/3左右打进去后小鼠就呼吸困难不到一分钟就死了怀疑是打到气管中到底应该注意什么怎么样才能在小鼠不断挣扎的情… 溶解性：药物常主要包括小分子化合物，天然提取物及中草药等，药物理化性质的差异常会导致其在介质中的溶解性不同。 水是最女子的试剂，然而很多合成的小分子化合物却不溶于水，我们就需要找到合适的介质，最后参照各种给药方式可用的剂型。
使光线照射于耳镜，可见随呼吸时张时闭的v形白环(声带)。 小鼠灌胃 术者左手松开大鼠舌头并固定耳镜，右手接过助手传递的钝头穿刺针，待v形口张开时把针头插入气管约1－1.5cm，此时针头已达气管的上中段。 助手将吸好注射液的注射器接在穿刺针上，回抽如有气泡，证明位于气管内，即可将受试液注入气管内。
小鼠灌胃: 小鼠灌胃针
药效实验：多参照所开发药物拟采用的临床给药方式并结合适应症来选择；如静脉和腹腔注射的吸收速度快，适合急症处理。 小鼠灌胃 实验动物常见的给药方式有：口服、静脉注射、腹腔注射、皮下注射、肌肉注射、椎管内注射、脑室内注射、皮内注射、淋巴腔注射、鼻腔和舌下给药等多种。 （2）根据实验目的选择：如你要研究口服生物利用度就选用动物灌胃给药，要研究腹腔给药生物利用度就采用腹腔给药方式。 （1）多参照所开发药物拟采用的临床给药方式并结合适应症（如静脉和腹腔注射的吸收速度快，适合急症处理）来选择。
灌胃体积过大而超出小鼠胃可承受的限度（比如 40 ml/kg 以上），会导致药物直接进入小肠或发生食道返流。 TQ016溶液 配制方法同L-1-MT。 按小鼠体重20 g给药0.2 mL计算，剂量分别为25、50和100 mg/kg。 LPS溶液 配制0.9% NaCl溶液（生理盐水），用0.22 μm水相滤头过滤。 将5 mg/mL LPS母液用生理盐水稀释后用于尾静脉注射和腹腔注射。 如果只是混悬给药的话，可以加CMC-Na，这样溶液有一定的密度，在吸取药物的过程中，不容易沉淀，但是要注意每只动物在吸取药物的时候，都要进行混匀，否则可能给药量不准确。
小鼠灌胃: 不锈钢大鼠灌胃针/白鼠灌胃/老鼠灌胃器/大小鼠灌胃针 10cm
结论 LPS诱导的急性炎症小鼠模型适用于IDO1抑制剂的药效动力学评价。 IDO1抑制剂TQ016具有良好的IDO1活性抑制效果。 本研究使用尾静脉注射和腹腔注射两种方式给予小鼠LPS。 尾静脉注射需要将老鼠固定、鼠尾拉直，注射时的进针角度尽量平行于鼠尾。 与尾静脉注射相比，腹腔注射相对容易操作。
- 具体方法如下：右手持注射器将灌胃针沿嘴角轻轻插入口中，用灌胃针压住舌头，抵住上颚，使口腔和食道成一条直线，再沿咽后壁徐徐插入食管（针插入时应无阻力，会有一种刺空感），若感到阻力或动物挣扎时，应拔出重插，以免损伤或穿破食管以及误入气管。
- 抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。
- 如果只是混悬给药的话，可以加CMC-Na，这样溶液有一定的密度，在吸取药物的过程中，不容易沉淀，但是要注意每只动物在吸取药物的时候，都要进行混匀，否则可能给药量不准确。
- 因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。
雨蛙素用于急性胰腺炎模型是需要隔一小时给一次药，一天给药 5-7 次，如果用 DMSO 配置，需要将 DMSO 终浓度降到很低很低，重要的是，雨蛙素本身水溶性非常好，这种情况首先建议用生理盐水/PBS 现配给药的。 友情提醒，遇到雨蛙素这种产品，以及联合用药的情况，要按照比例和频次及时、灵活调整给药溶剂。 小白： 曾经有位主人，用玉米油给我的小伙伴进行腹腔给药，我眼见那管玉米油溶好的药物都搁好多天了，似乎还有些细小的不明物，小伙伴没扛过一周就去了。 主人说小伙伴是因为感染死的，还说文献里都是骗人的。 小鼠腹腔注射的位置在下腹部腹中线两侧0.5cm处，未免伤及脏器，保定小鼠时需使其头部稍向后仰，以使其下腹部脏器上移。 注射时，拉直小鼠尾巴，左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，由近尾端 1/4 处（约 mm），针头与静脉呈 度角（小于 30 度）进针。
小鼠灌胃: 大小鼠干粉灌胃器
操作前将灌胃针安在注射器上大致测量一下从口腔到胃内的位置(最后一根肋骨后缘)的长度,根据此距离确定插入深度,成年小鼠插入大约3厘米。 小鼠灌胃 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1 ml的注射器配灌胃针头。 小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入，二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。 小鼠灌胃 综上所述，RT ext具有显著抗腹泻的活性。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。 给小鼠、大鼠等小动物作肌内注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有针头的注射器，将针头刺人大腿外侧肌肉，将药液注入。 麻醉大鼠(侧卧即可)，将麻醉的大鼠用线套住其门齿，挂在染尘架上，鼠背向操作者。 用无齿镊夹住并拉出舌头，用小块纱布包裹舌头，用左手拉住。 右手取耳镜放人大鼠口腔，暴露气管开口。
小鼠灌胃: 不锈钢直头弯头灌胃针大小鼠不锈钢灌胃针 灌胃器 名字1 大小鼠灌胃针
但如果大鼠不是200g，那么就会有偏差了。 按体表面积来算，那就是要算于它们单位体重所占的体表面积的比值，也就相当于它们的剂量比。 固定小鼠后，用小指和大鱼际固定住后肢，70%酒精消毒注射部位，斜着45度角进针入后肢大腿根部。 式中的K为一常数，随动物种类而不同：小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、猫9.8、狗11.2、猴11.8、人10.6(上列K值各家报导略有出入)。 应当指出，这样计算出来的表面积还是一种粗略的估计值，不一定完全符合于每个动物的实测数值。 结果 4× 10 7CFU菌苗经鼻途径免疫即可诱导多个粘膜部位以及血清双价特异性抗体显著增高 ;菌苗剂量增加 2 0、2 0 0倍时经灌胃免疫诱发较为局限的粘膜特异性抗体增高。
- 在临床上，这个实验也十分普遍，当然，临床中是通过口服葡萄糖来实现的，这个试验也是临床诊断糖尿病的金标准。
- 保定动物后（一般采用兔固定架）用酒精棉球擦拭消毒兔耳缘静脉注射部位待静脉膨胀后使用注射器注射给药，给药后压迫止血。
- 观察鼠的反应，如无过度挣扎，可尝试推注药物，如阻力较小可推注所有药物，如阻力过大或动物反应剧烈，呼吸受阻，可退针后插入。
- 如果机械地按等效剂量去算，可能难以达到理想的效果。
- 例如研究某种药物A的降血糖作用：实验对象为糖尿病小鼠，给药方式为灌胃，预期结果是血糖下降。
也建议把动物的周龄/月龄考虑在内，酌情调整。 小鼠灌胃 固定小鼠后，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头，之后几乎和皮肤平行的方向在皮下走行3-5mm，注射药物。 （3）先将注射器针头刺入皮肤，进入皮下后，向下倾斜针头，以约45度刺入小鼠腹腔。
小鼠灌胃: 动物实验
因为，这一切都是由体型公式计算得来的，也就是说，是按体表面积来计算等效剂量的。 以上所述，一方面是想说明按体表面积算剂量的准确性；另一方面，是想表明通过折算系数后，以体重为参照，在一定范围内还是实用的，且方便。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。 还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。 将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。 这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。
开始注药时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾根部方向移动 针头再次穿刺。 注射完毕后把尾部向注射侧弯曲或使用干棉球等止血物品止血。 大动物灌胃法：固定动物后采用灌胃软管经动物口咽部进入食道最后到达贲门部位。 判断进入胃部后将药液经软管直接倒入动物胃中。 把小鼠放在笼子上，右手捏住它的尾巴，它会扒住笼子伸长身体，然后左手拇指和食指捏住它颈部皮肤（不用太用劲，保证它不能回头就行），其余三指抓住背部，就可以把它固定住了。 注意头一定要固定好，头和躯体要保持一条直线，并且灌胃时使小鼠成竖直位，头向上。
小鼠灌胃: 大小鼠灌胃针/小白鼠灌胃器/动物灌胃针/老鼠灌胃针 铜头
2.2.1急性毒性实验 RT ext 0.5，1.0，2.0，4.0，8.0，16.0 g/kg灌胃给药，在14 d观察期内未出现任何死亡或毒性迹象。 在最大耐受量实验中，单次灌胃的RT ext的最高剂量为16 g/kg，而结果显示小鼠在观察期间没有出现任何死亡及身体行为的变化，可预估其LD50值大于16 g/kg。 1.2.3.1离体标本的制备 选用健康家兔，实验前24 h作禁食(不禁水)处理，用木槌猛击家兔枕部致死，立即剖开腹腔，以幽门与十二指肠交界处为起始部取空肠部分。 立即放入通有95% CO2和5% O2混合气体的台式液中，将肠内容物清洗干净并去除肠系膜，剪成1.5～2.0 cm的肠段，放入新鲜配制的台氏液中，并于恒温水浴箱(37℃±0.5℃)中保存，每隔10 min用台氏液换洗一次，保持标本活性。
